eng
Выпуск #1/2008
М.Александров, Н.Бажанов, Г.Геворков, Е.Пашков, Т.Зайцева, В.Богданов, З.Магомедов.
Применение лазерной флуоресцентной диагностики для отбора антимикробных препаратов при гнойно-воспалительных заболеваниях
Применение лазерной флуоресцентной диагностики для отбора антимикробных препаратов при гнойно-воспалительных заболеваниях
Просмотры: 2631
Бактериальные инфекции – наиболее частые заболевания человека. Сегодня возможности их лечения расширились благодаря новым эффективным препаратам. Но их внедрение требует более строгих процедур тестирования и разработки новых методов диагностики состояния микрофлоры человека. Для решения этих вопросов был разработан экспресс-метод лазерной флуоресцентной диагностики. Он прошел клиническую проверку, отмечен Госпремией РФ и рекомендован к применению Президиумом РАМН.
Считается, что для улучшения результатов лечения бактериальных инфекций необходимо лечить их в стационаре, соблюдать условия выбора эффективных антимикробных препаратов и протоколов экспресс-диагностики и рационально их использовать [1]. Однако современные методы диагностики имеют недостатки:
* большую длительность и высокую стоимость исследований;
* невозможность определить анаэробы;
* число культивируемых микроорганизмов <50% (посев из гнойного очага);
* невозможность выделить ведущий патоген и определить чувствительность к антибиотику;
* не учитываются изменения микрофлоры в процессе реабилитации;
* практически исключено экспресс-определение концентрации микроорганизмов в патологическом очаге;
* методы диагностики не обеспечивают также профилактики дизбиоза при применении антибиотиков.
Методы определения чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам (диско-диффузионный и серийных разведений) были разработаны во второй половине 60-х годов XX века и с тех пор не претерпели принципиальных изменений. Однако внедрение в практику новых антимикробных препаратов и появление новых механизмов резистентности к антибиотикам у микроорганизмов потребовало более строгой стандартизации процедуры тестирования и интерпретации результатов, внедрения контроля качества на каждом этапе диагностики и лечения заболеваний. Требуется поиск и разработка новых экспресс-методов диагностики и мониторинга микрофлоры человека, лишенных недостатков старых методов исследования. Эти методы должны быть достоверными, быстрыми и экономичными [2–4].
С этой целью в РФ был разработан экспресс-метод лазерной флуоресцентной диагностики (ЛФД) заболеваний. Он прошел расширенную клиническую проверку и был отмечен в 2002 году Госпремией РФ в области науки и техники (его приоритет и внедрение подтверждены 30 патентами РФ и сертификатами). Метод рекомендован к применению Президиумом РАМН.
Метод основан на способности микроорганизмов и продуктов их жизнедеятельности флуоресцировать при воздействии на них лазерного излучения и на зависимости интенсивности флуоресценции от особенностей микрофлоры, в том числе при воздействии на нее антибиотиков и антисептиков. Однако сертифицированных методов и аппаратуры к этому моменту не было. Поэтому и был разработан экспресс-метод ЛФД для оценки чувствительности микробов к антибиотикам, проведен сравнительный анализ ЛФД с традиционными методами и оценена клиническая эффективность метода на сертифицированной медицинской аппаратуре.
Процесс лечения контролировался с помощью ЛФД и клинических лабораторных данных. Методика исследования включала:
* асептический забор исследуемого материала в стерильные пробирки;
* заполнение им и антибиотиками планшеты по стандарту (методом пограничных концентраций);
* маркировку планшет и инкубацию исследуемого объекта при температуре 37±2°С;
* измерение мощности флуоресценции (Мф) на аппарате "Флюол" для объектов с антимикробным препаратом (сразу, через 30 мин, через 1, 2 и, если необходимо, 24 часа), интерпретацию и сравнение результатов с исходными показателями контрольных образцов;
* установку планшеты после каждого измерения снова в термостат;
* контрольные измерения (для воспроизводимости результатов) Мф растворов антимикробных препаратов и материалов, в которых проводились исследования (пластик, планшет);
* интерпретацию результатов.
При интерпретации результатов микрофлору исследуемого объекта считали чувствительной к антимикробному препарату, если значение нормированной Мф субстрата c антимикробным препаратом через 1–2 часа становится <1 (т.е. <Мф самого субстрата), причем это значение изменяется не менее чем на 20–30% как для максимальной, так и минимальной концентраций антимикробного препарата (рис.1).
Устойчивой к антимикробному препарату считали ту микрофлору, у которой значения нормированной Мф как для максимальной, так и минимальной концентраций антимикробного препарата по истечении контрольного времени находятся в пределах от 1 до 1,2–1,3 (рис.2).
Микрофлору относили к умеренно-устойчивой, если ее чувствительность занимала промежуточное положение между чувствительными и устойчивыми штаммами. При этом эффективность терапии антибиотиками наблюдается только при применении высоких терапевтических доз (рис.3).
Для объективной оценки процесса реабилитации больных дополнительно исследовали флуоресценцию мочи, слюны, плазмы крови, гнойного экссудата в центре воспалительного инфильтрата и в симметричной ему области.
Для объективности полученных результатов и с целью изучения корреляционной связи между методом серийных двукратных разведений (микробиологический метод) и методом ЛФД (при определении чувствительности микробов к антимикробным препаратам) проводилось также их сравнительное изучение, которое показало высокую степень совпадения результатов испытаний через 1–2 часа и их подтверждение через 24 часа (рис.4).
На рис.5 и рис.6 представлены результаты спектрографического исследования Мф стафилококка в концентрации 1·109 КОЕ/мл после добавления антибиотиков в различных концентрациях.
Учет результатов, полученных методом серийных разведений, осуществляли двумя способами (рис.7 и рис.8): классически – визуально (по стандарту мутности), оценивая рост культуры через 24 часа при помощи метода ЛФД: сразу после добавления бактериальной взвеси к антибиотику, через 1, 2 и 24 часа.
Было выявлено резкое снижение нормированной Мф бактериальной взвеси с гентамицином в концентрации 4 и 2 мкг/ мл в первые минуты (по сравнению с аналогичными показателями контроля культуры) и отсутствие изменений Мф взвеси с гентамицином в концентрациях 1, 0,5 и 0,25 мкг/ мл. Примерно то же наблюдается и через 24 часа: отсутствие видимого роста в пробирках с гентамицином в концентрациях 4 и 2 мкг/мл и рост культуры в пробирках с гентамицином в концентрациях 1, 0,5 и 0,25 мкг/мл, что совпадает с данными, полученными методом ЛФД.
В отдельном эксперименте получена зависимость бактериостатического и бактерицидного действия антибиотиков от концентрации бактерий. Показано, что при концентрации S.aureus 105–107 КОЕ/мл антибиотик (линкомицин) подавляет рост бактерий на 100%, а при 108/109 – только на 95/30%, соответственно. Это говорит о необходимости коррекции медикаментозного воздействия на гнойную рану в зависимости от концентрации бактерий, что делает применение экспресс-метода ЛФД еще более очевидным. Этот факт, возможно, объясняет низкую эффективность антибактериальной терапии гнойной инфекции (при выявленной высокой чувствительности микрофлоры гнойной раны к антибиотику) и даже отсутствие таковой на практике при значительной концентрации микробов (109 КОЕ/мл и более) в гнойной ране. Предпочтительна, поэтому, постановка методики с концентрацией микрофлоры, адекватной ее содержанию в гнойной ране.
В этой связи отметим, что существующие методы диагностики гнойно-воспалительных заболеваний челюстно-лицевой области (ЧЛО) не всегда обеспечивают адекватный контроль и своевременную коррекцию лечения. Метод ЛФД сегодня перспективен с клинической точки зрения и объективно предназначен для решения указанных задач.
Покажем на клиническом примере схему ведения пациента М (поступившего в клинику с флегмоной дна полости рта), используя сертифицированный диагностический комплекс "Флюол".
Проводим асептический забор исследуемого материала в стерильные пробирки, затем – исследование чувствительности микрофлоры гнойно-отделяемого раны к шести антимикробным препаратам, наиболее часто применяемым в гнойной хирургии ЧЛО (гентамицин, линкомицин, метрогил, оксамп, цефазолин, ципрофлоксацин). Объем взятого у больного субстрата – 1 мл (в каждую лунку планшеты введено по 0,2 мл). Гнойно-отделяемое (для получения необходимого количества исследуемого материала) разводим в 1,5 мл стерильного изотонического раствора NaCl, поле чего тщательно его гомогенизируем. Далее распределяем исследуемые антимикробные препараты по лункам. Измерение Мф проводим сразу после добавления всех составляющих, через 30 мин, 1, 2 и 3 часа.
На рис.9 и рис.10 представлены зависимости нормированной Мф гнойно-отделяемого для пациента М, полученные с помощью комплекса "Флюол". Ниже даны заключения о чувствительности микрофлоры гнойно-отделяемого раны к исследуемым антимикробным препаратам:
* его микрофлора чувствительна к линкомицину, цефазолину (значения нормированной Мф<1 для минимальной и максимальной концентрации);
* его микрофлора умеренно резистентна к ципрофлоксацину и гентамицину (при минимальных значениях концентрации препарата значения нормированной Мф субстрата при добавлении к нему препарата >1, а при максимальной концентрации <1);
* резистентны: метрогил, оксамп (значения >1 или близки к 1 для максимальной и минимальной концентрации препарата).
В представленном исследовании (рис.9 и 10) предпочтительными препаратами для лечения гнойной хирургической инфекции являются линкомицин и цефазолин. Доза препарата и кратность его введения назначаются врачом в зависимости от степени тяжести заболевания больного.
Данная технология позволяет в реальном времени прогнозировать по Мф биологических жидкостей организма эффективность лечения и вероятность осложнений (рис.11). Например, если Мф гноя увеличивается или неизменна, то нужно поменять антимикробную терапию, если же Мф мочи начинает увеличиваться, то возможны осложнения со стороны мочевыводящей системы, если то же происходит с плазмой крови – можно ожидать сепсис и т.д. Результаты измерений Мф биологических жидкостей организма приведены на рис.11.
Клинически отмечается (на фоне приема адекватно подобранных антибиотиков) нормализация ЧСС, ЧДД, АД, температуры, купирование болевых симптомов на 5 день, прекращение гнойного отделения на 8 день, купирование отека и инфильтрата на 9 и 14 дни, соответственно. На 12 день клинические показатели практически соответствовали норме. Больной был выписан на 15 день.
Контроль уровня флуоресценции биологических субстратов позволял наглядно оценить эффективность лечения, так как нормализация клинических и ЛФД-показателей практически совпала (табл.1, рис.11).
Из табл.1 видно, что Мф гнойно-отделяемого и плазмы крови уменьшается и нормализуется благодаря адекватному лечению.
Таким образом, данные, полученные на основе анализа материалов совместных исследований клиники челюстно-лицевой хирургии и кафедры микробиологии ММА им. И.М.Сеченова, свидетельствуют: разработанный метод ЛФД позволяет практическому врачу при лечении больных с гнойно-воспалительными заболеваниями применять ту медикаментозную поддержку, эффективность которой оперативно проверена новым оборудованием, разработанным на базе технологии, объективность результатов которой подтверждена бактериологическими исследованиями (табл.2).
Метод ЛФД позволяет определять чувствительность микробных ассоциаций и чистых культур к антимикробным препаратам (независимо от их концентрации в гнойной ране) непосредственно в клинических условиях в экспресс-режиме. Представленные результаты позволяют считать метод ЛФД объективным методом отбора предпочтительного препарата. Оптимальное время диагностики методом ЛФД составляет 1–2 часа, при этом минимальный объем микробосодержащего субстрата, необходимый для этого, –
0,2–0,3 мл.
Предложенная методика позволяет сократить сроки пребывания больных с гнойно-воспалительными инфекциями в клинике на срок от 3 до 10 дней в зависимости от степени тяжести заболевания.
Разработанная медицинская технология позволяет в целом проводить объективную оценку патогенетических процессов у больных с гнойно-воспалительными заболеваниями в экспресс-режиме, используя обратную связь, то есть непосредственно диагностируя больного в момент его лечения в клинике.
Итак, на основании проведенных испытаний показано преимущество ЛФД (реализуемой с помощью комплекса "Флюол") перед существующими медицинскими технологиями. Метод ЛФД не требует дополнительных расходных материалов, дает бесконтактный способ определения чувствительности микробов к антибиотикам и антисептикам. Результаты его диагностики аналогичны данным бактериологических исследований, а время диагностики сокращено с 18–24 (при бактериологическом исследовании методом серийных разведений) до 1–2 часов. Комплекс "Флюол" соответствует техническим требованиям и может быть рекомендован для клинической практики.
Литература:
1. Руководство по инфекционному контролю в стационаре. Пер. с анг. под ред. Р.Венцеля, Т.Бревера,
Ж.-П.Бутулера. – Смоленск: МАКМАХ, 2003.
2. Таубинский И.М., Александров М.Т., Козьма С.Ю. Применение флуоресцентной спектроскопии для экспресс-оценки состояния микрофлоры желудочно-кишечного тракта. – Биомедицинская радиоэлектроника, 2000, №1.
3. Александров М.Т., Грудянов А.И. Изучение флуоресценции интактных и патологических изменений тканей зуба. – Новое в стоматологии, 2000, №1, с.26.
4. Антибактериальная терапия. Практическое руководство. — Под ред. Л.Страчунского, Ю.Белоусова, С.Козлова. 2000. – 190с.
* большую длительность и высокую стоимость исследований;
* невозможность определить анаэробы;
* число культивируемых микроорганизмов <50% (посев из гнойного очага);
* невозможность выделить ведущий патоген и определить чувствительность к антибиотику;
* не учитываются изменения микрофлоры в процессе реабилитации;
* практически исключено экспресс-определение концентрации микроорганизмов в патологическом очаге;
* методы диагностики не обеспечивают также профилактики дизбиоза при применении антибиотиков.
Методы определения чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам (диско-диффузионный и серийных разведений) были разработаны во второй половине 60-х годов XX века и с тех пор не претерпели принципиальных изменений. Однако внедрение в практику новых антимикробных препаратов и появление новых механизмов резистентности к антибиотикам у микроорганизмов потребовало более строгой стандартизации процедуры тестирования и интерпретации результатов, внедрения контроля качества на каждом этапе диагностики и лечения заболеваний. Требуется поиск и разработка новых экспресс-методов диагностики и мониторинга микрофлоры человека, лишенных недостатков старых методов исследования. Эти методы должны быть достоверными, быстрыми и экономичными [2–4].
С этой целью в РФ был разработан экспресс-метод лазерной флуоресцентной диагностики (ЛФД) заболеваний. Он прошел расширенную клиническую проверку и был отмечен в 2002 году Госпремией РФ в области науки и техники (его приоритет и внедрение подтверждены 30 патентами РФ и сертификатами). Метод рекомендован к применению Президиумом РАМН.
Метод основан на способности микроорганизмов и продуктов их жизнедеятельности флуоресцировать при воздействии на них лазерного излучения и на зависимости интенсивности флуоресценции от особенностей микрофлоры, в том числе при воздействии на нее антибиотиков и антисептиков. Однако сертифицированных методов и аппаратуры к этому моменту не было. Поэтому и был разработан экспресс-метод ЛФД для оценки чувствительности микробов к антибиотикам, проведен сравнительный анализ ЛФД с традиционными методами и оценена клиническая эффективность метода на сертифицированной медицинской аппаратуре.
Процесс лечения контролировался с помощью ЛФД и клинических лабораторных данных. Методика исследования включала:
* асептический забор исследуемого материала в стерильные пробирки;
* заполнение им и антибиотиками планшеты по стандарту (методом пограничных концентраций);
* маркировку планшет и инкубацию исследуемого объекта при температуре 37±2°С;
* измерение мощности флуоресценции (Мф) на аппарате "Флюол" для объектов с антимикробным препаратом (сразу, через 30 мин, через 1, 2 и, если необходимо, 24 часа), интерпретацию и сравнение результатов с исходными показателями контрольных образцов;
* установку планшеты после каждого измерения снова в термостат;
* контрольные измерения (для воспроизводимости результатов) Мф растворов антимикробных препаратов и материалов, в которых проводились исследования (пластик, планшет);
* интерпретацию результатов.
При интерпретации результатов микрофлору исследуемого объекта считали чувствительной к антимикробному препарату, если значение нормированной Мф субстрата c антимикробным препаратом через 1–2 часа становится <1 (т.е. <Мф самого субстрата), причем это значение изменяется не менее чем на 20–30% как для максимальной, так и минимальной концентраций антимикробного препарата (рис.1).
Устойчивой к антимикробному препарату считали ту микрофлору, у которой значения нормированной Мф как для максимальной, так и минимальной концентраций антимикробного препарата по истечении контрольного времени находятся в пределах от 1 до 1,2–1,3 (рис.2).
Микрофлору относили к умеренно-устойчивой, если ее чувствительность занимала промежуточное положение между чувствительными и устойчивыми штаммами. При этом эффективность терапии антибиотиками наблюдается только при применении высоких терапевтических доз (рис.3).
Для объективной оценки процесса реабилитации больных дополнительно исследовали флуоресценцию мочи, слюны, плазмы крови, гнойного экссудата в центре воспалительного инфильтрата и в симметричной ему области.
Для объективности полученных результатов и с целью изучения корреляционной связи между методом серийных двукратных разведений (микробиологический метод) и методом ЛФД (при определении чувствительности микробов к антимикробным препаратам) проводилось также их сравнительное изучение, которое показало высокую степень совпадения результатов испытаний через 1–2 часа и их подтверждение через 24 часа (рис.4).
На рис.5 и рис.6 представлены результаты спектрографического исследования Мф стафилококка в концентрации 1·109 КОЕ/мл после добавления антибиотиков в различных концентрациях.
Учет результатов, полученных методом серийных разведений, осуществляли двумя способами (рис.7 и рис.8): классически – визуально (по стандарту мутности), оценивая рост культуры через 24 часа при помощи метода ЛФД: сразу после добавления бактериальной взвеси к антибиотику, через 1, 2 и 24 часа.
Было выявлено резкое снижение нормированной Мф бактериальной взвеси с гентамицином в концентрации 4 и 2 мкг/ мл в первые минуты (по сравнению с аналогичными показателями контроля культуры) и отсутствие изменений Мф взвеси с гентамицином в концентрациях 1, 0,5 и 0,25 мкг/ мл. Примерно то же наблюдается и через 24 часа: отсутствие видимого роста в пробирках с гентамицином в концентрациях 4 и 2 мкг/мл и рост культуры в пробирках с гентамицином в концентрациях 1, 0,5 и 0,25 мкг/мл, что совпадает с данными, полученными методом ЛФД.
В отдельном эксперименте получена зависимость бактериостатического и бактерицидного действия антибиотиков от концентрации бактерий. Показано, что при концентрации S.aureus 105–107 КОЕ/мл антибиотик (линкомицин) подавляет рост бактерий на 100%, а при 108/109 – только на 95/30%, соответственно. Это говорит о необходимости коррекции медикаментозного воздействия на гнойную рану в зависимости от концентрации бактерий, что делает применение экспресс-метода ЛФД еще более очевидным. Этот факт, возможно, объясняет низкую эффективность антибактериальной терапии гнойной инфекции (при выявленной высокой чувствительности микрофлоры гнойной раны к антибиотику) и даже отсутствие таковой на практике при значительной концентрации микробов (109 КОЕ/мл и более) в гнойной ране. Предпочтительна, поэтому, постановка методики с концентрацией микрофлоры, адекватной ее содержанию в гнойной ране.
В этой связи отметим, что существующие методы диагностики гнойно-воспалительных заболеваний челюстно-лицевой области (ЧЛО) не всегда обеспечивают адекватный контроль и своевременную коррекцию лечения. Метод ЛФД сегодня перспективен с клинической точки зрения и объективно предназначен для решения указанных задач.
Покажем на клиническом примере схему ведения пациента М (поступившего в клинику с флегмоной дна полости рта), используя сертифицированный диагностический комплекс "Флюол".
Проводим асептический забор исследуемого материала в стерильные пробирки, затем – исследование чувствительности микрофлоры гнойно-отделяемого раны к шести антимикробным препаратам, наиболее часто применяемым в гнойной хирургии ЧЛО (гентамицин, линкомицин, метрогил, оксамп, цефазолин, ципрофлоксацин). Объем взятого у больного субстрата – 1 мл (в каждую лунку планшеты введено по 0,2 мл). Гнойно-отделяемое (для получения необходимого количества исследуемого материала) разводим в 1,5 мл стерильного изотонического раствора NaCl, поле чего тщательно его гомогенизируем. Далее распределяем исследуемые антимикробные препараты по лункам. Измерение Мф проводим сразу после добавления всех составляющих, через 30 мин, 1, 2 и 3 часа.
На рис.9 и рис.10 представлены зависимости нормированной Мф гнойно-отделяемого для пациента М, полученные с помощью комплекса "Флюол". Ниже даны заключения о чувствительности микрофлоры гнойно-отделяемого раны к исследуемым антимикробным препаратам:
* его микрофлора чувствительна к линкомицину, цефазолину (значения нормированной Мф<1 для минимальной и максимальной концентрации);
* его микрофлора умеренно резистентна к ципрофлоксацину и гентамицину (при минимальных значениях концентрации препарата значения нормированной Мф субстрата при добавлении к нему препарата >1, а при максимальной концентрации <1);
* резистентны: метрогил, оксамп (значения >1 или близки к 1 для максимальной и минимальной концентрации препарата).
В представленном исследовании (рис.9 и 10) предпочтительными препаратами для лечения гнойной хирургической инфекции являются линкомицин и цефазолин. Доза препарата и кратность его введения назначаются врачом в зависимости от степени тяжести заболевания больного.
Данная технология позволяет в реальном времени прогнозировать по Мф биологических жидкостей организма эффективность лечения и вероятность осложнений (рис.11). Например, если Мф гноя увеличивается или неизменна, то нужно поменять антимикробную терапию, если же Мф мочи начинает увеличиваться, то возможны осложнения со стороны мочевыводящей системы, если то же происходит с плазмой крови – можно ожидать сепсис и т.д. Результаты измерений Мф биологических жидкостей организма приведены на рис.11.
Клинически отмечается (на фоне приема адекватно подобранных антибиотиков) нормализация ЧСС, ЧДД, АД, температуры, купирование болевых симптомов на 5 день, прекращение гнойного отделения на 8 день, купирование отека и инфильтрата на 9 и 14 дни, соответственно. На 12 день клинические показатели практически соответствовали норме. Больной был выписан на 15 день.
Контроль уровня флуоресценции биологических субстратов позволял наглядно оценить эффективность лечения, так как нормализация клинических и ЛФД-показателей практически совпала (табл.1, рис.11).
Из табл.1 видно, что Мф гнойно-отделяемого и плазмы крови уменьшается и нормализуется благодаря адекватному лечению.
Таким образом, данные, полученные на основе анализа материалов совместных исследований клиники челюстно-лицевой хирургии и кафедры микробиологии ММА им. И.М.Сеченова, свидетельствуют: разработанный метод ЛФД позволяет практическому врачу при лечении больных с гнойно-воспалительными заболеваниями применять ту медикаментозную поддержку, эффективность которой оперативно проверена новым оборудованием, разработанным на базе технологии, объективность результатов которой подтверждена бактериологическими исследованиями (табл.2).
Метод ЛФД позволяет определять чувствительность микробных ассоциаций и чистых культур к антимикробным препаратам (независимо от их концентрации в гнойной ране) непосредственно в клинических условиях в экспресс-режиме. Представленные результаты позволяют считать метод ЛФД объективным методом отбора предпочтительного препарата. Оптимальное время диагностики методом ЛФД составляет 1–2 часа, при этом минимальный объем микробосодержащего субстрата, необходимый для этого, –
0,2–0,3 мл.
Предложенная методика позволяет сократить сроки пребывания больных с гнойно-воспалительными инфекциями в клинике на срок от 3 до 10 дней в зависимости от степени тяжести заболевания.
Разработанная медицинская технология позволяет в целом проводить объективную оценку патогенетических процессов у больных с гнойно-воспалительными заболеваниями в экспресс-режиме, используя обратную связь, то есть непосредственно диагностируя больного в момент его лечения в клинике.
Итак, на основании проведенных испытаний показано преимущество ЛФД (реализуемой с помощью комплекса "Флюол") перед существующими медицинскими технологиями. Метод ЛФД не требует дополнительных расходных материалов, дает бесконтактный способ определения чувствительности микробов к антибиотикам и антисептикам. Результаты его диагностики аналогичны данным бактериологических исследований, а время диагностики сокращено с 18–24 (при бактериологическом исследовании методом серийных разведений) до 1–2 часов. Комплекс "Флюол" соответствует техническим требованиям и может быть рекомендован для клинической практики.
Литература:
1. Руководство по инфекционному контролю в стационаре. Пер. с анг. под ред. Р.Венцеля, Т.Бревера,
Ж.-П.Бутулера. – Смоленск: МАКМАХ, 2003.
2. Таубинский И.М., Александров М.Т., Козьма С.Ю. Применение флуоресцентной спектроскопии для экспресс-оценки состояния микрофлоры желудочно-кишечного тракта. – Биомедицинская радиоэлектроника, 2000, №1.
3. Александров М.Т., Грудянов А.И. Изучение флуоресценции интактных и патологических изменений тканей зуба. – Новое в стоматологии, 2000, №1, с.26.
4. Антибактериальная терапия. Практическое руководство. — Под ред. Л.Страчунского, Ю.Белоусова, С.Козлова. 2000. – 190с.
Отзывы читателей
